Preview

Известия ТИНРО

Расширенный поиск

СОВМЕСТНОЕ ВЛИЯНИЕ КАДМИЯ И ПОНИЖЕННОЙ СОЛЕНОСТИ НА ДИНАМИКУ ЧИСЛЕННОСТИ И ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ КРИПТОФИТОВОЙ ВОДОРОСЛИ PLAGIOSELMIS PROLONGA

https://doi.org/10.26428/1606-9919-2019-197-182-193

Полный текст:

Аннотация

Изучено совместное влияние кадмия в концентрациях 10, 30 и 50 мкг/л и солености 32, 24 и 16 ‰ на морскую одноклеточную водоросль Plagioselmis prolonga (Cryptophyta). Оцениваемыми показателями являлись: динамика численности популяции, размер клеток, относительный показатель внутренней структуры клеток — боковое светорассеяние клеток, флуоресценция фотосинтетических пигментов (хлорофилла a, фикоэритрина и аллофикоцианина), отражающая функционирование фотосинтетического аппарата, и содержание активных форм кислорода (АФК), приводящих к разрушению мембран клеток. Установлено, что в полносоленой морской воде (32 ‰) присутствие кадмия в среде в концентрации 10 мкг/л не влияло на динамику роста и физиологические показатели водоросли. Добавка 30 и 50 мкг/л кадмия в среду стимулировала рост численности клеток, содержание АФК возрастало при 50 мкг/л; остальные показатели не изменялись. Размер клеток увеличивался. Понижение солености до 24 ‰ приводило к интенсивному росту численности клеток на всем протяжении опыта, возрастанию АФК на третьи сутки и снижению этого показателя на седьмые. Боковое светорассеяние и флуоресценция хлорофилла а не изменялись по сравнению с контролем, флуоресценция фикоэритрина и аллофикоцианина уменьшалась. Клетки становились крупнее. Показано, что совместное действие кадмия во всех концентрациях при солености 16 ‰ приводило к ингибированию роста популяции и уменьшению показателей бокового светорассеяния и флуоресценции фотосинтетических пигментов P. prolonga, кроме АФК и размера клеток, показатели которых возрастали. Выявлено, что кадмий при солености 32 ‰ стимулирует рост водоросли и не оказывает влияние на фотосинтетический аппарат клеток, а при понижении солености до 16 ‰ оказывает угнетающее действие как на рост, так и на фотосинтетический аппарат клетки. При всех концентрациях кадмия и всех соленостных режимах содержание активных форм кислорода возрастало, размер клеток также увеличивался.

Об авторах

Ж. В. Маркина
Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского ДВО РАН; Дальневосточный государственный федеральный университет
Россия
Маркина Жанна Васильевна, кандидат биологических наук, научный сотрудник.


Н. А. Айздайчер
Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского ДВО РАН
Россия
Айздайчер Нина Александровна, кандидат биологических наук, доцент, старший научный сотрудник.


Список литературы

1. Ботаника: курс альгологии и микологии : учеб. / под ред. Т.Ю. Дьякова. — М. : МГУ, 2007. — 559 с.

2. Глущенко Г.Ю. Количественные характеристики ультрафитопланктона Азовского моря в современный период // Вестн. ЮНЦ РАН. — 2012. — Т. 8, № 1. — С. 54–59.

3. Качество морских вод по гидрохимическим показателям. Ежегодник 2016 / под ред. А.Н. Коршенко. — М. : Наука, 2017. — 190 с.

4. Орлова Т.Ю., Айздайчер Н.А., Стоник И.В. Лабораторное культивирование морских микроводорослей, включая продуцентов фитотоксинов : науч.-метод. пособие. — Владивосток : Дальнаука, 2011. — 89 с.

5. Радченко И.Г., Ильяш Л.В. Рост и фотосинтетическая активность диатомовой водоросли Thalassiosira weissflogii при снижении солености // Изв. РАН. Сер. биол. — 2006. — № 3. — С. 306–313.

6. Andosch A., Affenzeller M.J., Lütz C., Lütz-Meindl U. A freshwater green alga under cadmium stress: ameliorating calcium effects on ultrastructure and photosynthesis in the unicellular model Micrasterias // J. Plant. Physiol. — 2012. — Vol. 169, Iss. 15. — P. 1489–1500. DOI: 10.1016/j.jplph.2012.06.002.

7. Belghith T., Athmouni K., Bellassoued K. et al. Physiological and biochemical response of Dunaliella salina to cadmium pollution // J. Appl. Phycol. — 2016. — Vol. 28, Iss. 2. — P. 991–999. DOI: 10.1007/s10811-015-0630-5.

8. Birungi Z.S., Chirwa E.M.N. Bioreduction of thallium and cadmium toxicity from industrial wastewater using microalgae // Chemical Engineering Transactions. — 2017. — Vol. 57. — P. 1183–1188. DOI: 10.3303/CET1757198.

9. Butcher R.W. An introductory account of the smaller algae of British coastal waters. Part 4: Cryptophyceae : Fish. Invest. Ser. 4. — L., 1967. — 54 p.

10. Cheng J., Qiu H., Chang Z. et al. The effect of cadmium on the growth and antioxidant response for freshwater algae Chlorella vulgaris // SpringerPlus. — 2016. — Vol. 5. — P. 1290–1297. DOI: 10.1186/s40064-016-2963-1.

11. Fu F.-X., Bell P.R.F. Effect of salinity on growth, pigmentation, N2 fixation and alkaline phosphatase activity of cultured Trichodesmium sp. // Mar. Ecol. Prog. Ser. — 2003. — Vol. 257. — P. 69–76.

12. Gissi F., Adams M.S., King C.K., Jolley D.F. A robust bioassay to assess the toxicity of metals to the Antarctic marine microalga Phaeocystis antarctica // Environ. Toxicol. Chem. — 2015. — Vol. 34, Iss. 7. — P. 1578–1587. DOI: 10.1002/etc.2949.

13. Gomes A., Fernandes E., Lima J.L.F.C. Fluorescence probes used for detection of reactive oxygen species // J. Biochem. Biophys. Methods. — 2005. — Vol. 65, Iss. 2–3. — P. 45–80. DOI: 10.1016/j.jbbm.2005.10.003.

14. Hyka P., Lickova S., Přibyl P. et al. Flow cytometry for the development of biolotechnological processes with microalgae // Biotechnol. Adv. — 2013. — Vol. 31, Iss. 1. — P. 2–16. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2012.04.007.

15. Jamers A., Lenjou M., Deraedt P. et al. Flow cytometric analysis of the cadmium-exposed green alga Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyceae) // Europ. J. Phycol. — 2009. — Vol. 44, Iss. 4. — P. 541–550. DOI: 10.1080/09670260903118214.

16. La Rocca N., Andreoli C., Giacometti G.M. et al. Responses of the Antarctic microalga Koliella antarctica (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) to cadmium contamination // Photosynthetica. — 2009. — Vol. 47, Iss. 3. — P. 471–479.

17. Markina Zh.V., Aizdaicher N.A. Photosynthetic pygments content and growth of microalga Plagioselmis prolonga (Cryptophyta) under low salinity // J. Stress Physiol. & Biochem. — 2016. — Vol. 12, № 3. — P. 77–83.

18. Nagajyoti P.C., Lee K.D., Sreekanth T.V.M. Heavy metals, occurrence and toxicity for plants: a review // Environ. Chem. Lett. — 2010. — Vol. 8, Iss. 3. — P. 199–216. DOI: 10.1007/s10311-010-0297-8.

19. Obena R.P., Arco S., Azanza R.V. Pyrodinium bahamense var. compressum Böhm Survival in High and Low Cadmium Levels // Philippine J. Science. — 2017. — Vol. 146, № 3. — P. 287–292.

20. Pal D., Khozin-Goldberg I., Didi-Cohen S. et al. Growth, lipid production and metabolic adjustments in the euryhaline eustigmatophyte Nannochloropsis oceanica CCALA 804 in response to osmotic downshift // Appl. Microbiol. Biotechnol. — 2013. — Vol. 97, Iss. 18. — P. 8291–8306. DOI: 10.1007/s00253-013-5092-6.

21. Read D.S., Bowes M.J., Newbold L.K., Whiteley A.S. Weekly flow cytometric analysis of riverine phytoplankton to determine seasonal bloom dynamics // Environ. Sci.: Processes Impacts. — 2014. — Vol. 16, Iss. 3. — P. 594–603. DOI: 10.1039/c3em00657c.

22. Romano R.L., Liria C.W., Machini M.T. et al. Cadmium decreases the levels of glutathione and enhances the phytochelatin concentration in the marine dinoflagellate Lingulodinium polyedrum // J. Appl. Phycol. — 2017. — Vol. 29, Iss. 2. — P. 811–820. DOI: 10.1007/s10811-016-0927-z.

23. Suratno S., Puspitasari R., Purbonegoro T., Mansur D. Copper and cadmium toxicity to marine phytoplankton, Chaetoceros gracilis and Isochrysis sp. // Indones. J. Chem. — 2015. — Vol. 15, № 2. — P. 172–178.

24. Tammam A.A., Fakhry E.M., El-Sheekh M. Effect of salt stress on antioxidant system and the metabolism of the reactive oxygen species in Dunaliella salina and Dunaliella tertiolecta // Afr. J. Biotechnol. — 2011. — Vol. 10, № 19. — P. 3795–3808. DOI: 10.5897/AJB10.2392.

25. Tas S., Yilmaz I.N. Potentially harmful microalgae and algal blooms in a eutrophic estuary in the Sea of Marmara (Turkey) // Medit. Mar. Sci. — 2015. — Vol. 16, № 2. — P. 432–443. DOI: http://dx.doi.org/10.12681/mms.1042.

26. Xing X.-L., Lin X.-Y., Chen C.-P. et al. Observations of several cryptomonad flagellates from China Sea by scanning electron microscopy // J. Syst. Evol. — 2008. — Vol. 46, Iss. 2. — P. 205–212. DOI: 10.3724/SP.J.1002.2008.07073.

27. Zhu Q.-L., Guo S.-N., Wen F. et al. Transcriptional and physiological responses of Dunaliella salina to cadmium reveals time-dependent turnover of ribosome, photosystem, and ROS-scavenging pathways // Aquat. Toxicol. — 2019. — Vol. 207. — P. 153–162. DOI: 10.1016/j.aquatox.2018.12.007.


Для цитирования:


Маркина Ж.В., Айздайчер Н.А. СОВМЕСТНОЕ ВЛИЯНИЕ КАДМИЯ И ПОНИЖЕННОЙ СОЛЕНОСТИ НА ДИНАМИКУ ЧИСЛЕННОСТИ И ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ КРИПТОФИТОВОЙ ВОДОРОСЛИ PLAGIOSELMIS PROLONGA. Известия ТИНРО. 2019;197:182-193. https://doi.org/10.26428/1606-9919-2019-197-182-193

For citation:


Markina Z.V., Aizdaicher N.A. COMBINED EFFECT OF CADMIUM AND LOWERED SALINITY ON DYNAMICS OF ABUNDANCE AND PHYSIOLOGICAL PROCESSES FOR ALGA PLAGIOSELMIS PROLONGA. Izvestiya TINRO. 2019;197:182-193. (In Russ.) https://doi.org/10.26428/1606-9919-2019-197-182-193

Просмотров: 12


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1606-9919 (Print)
ISSN 2658-5510 (Online)