СОВМЕСТНОЕ ВЛИЯНИЕ КАДМИЯ И ПОНИЖЕННОЙ СОЛЕНОСТИ НА ДИНАМИКУ ЧИСЛЕННОСТИ И ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ КРИПТОФИТОВОЙ ВОДОРОСЛИ PLAGIOSELMIS PROLONGA

Изучено совместное влияние кадмия в концентрациях 10, 30 и 50 мкг/л и солености 32, 24 и 16 ‰ на морскую одноклеточную водоросль Plagioselmis prolonga (Cryptophyta). Оцениваемыми показателями являлись: динамика численности популяции, размер клеток, относительный показатель внутренней структуры клеток — боковое светорассеяние клеток, флуоресценция фотосинтетических пигментов (хлорофилла a, фикоэритрина и аллофикоцианина), отражающая функционирование фотосинтетического аппарата, и содержание активных форм кислорода (АФК), приводящих к разрушению мембран клеток. Установлено, что в полносоленой морской воде (32 ‰) присутствие кадмия в среде в концентрации 10 мкг/л не влияло на динамику роста и физиологические показатели водоросли. Добавка 30 и 50 мкг/л кадмия в среду стимулировала рост численности клеток, содержание АФК возрастало при 50 мкг/л; остальные показатели не изменялись. Размер клеток увеличивался. Понижение солености до 24 ‰ приводило к интенсивному росту численности клеток на всем протяжении опыта, возрастанию АФК на третьи сутки и снижению этого показателя на седьмые. Боковое светорассеяние и флуоресценция хлорофилла а не изменялись по сравнению с контролем, флуоресценция фикоэритрина и аллофикоцианина уменьшалась. Клетки становились крупнее. Показано, что совместное действие кадмия во всех концентрациях при солености 16 ‰ приводило к ингибированию роста популяции и уменьшению показателей бокового светорассеяния и флуоресценции фотосинтетических пигментов P. prolonga, кроме АФК и размера клеток, показатели которых возрастали. Выявлено, что кадмий при солености 32 ‰ стимулирует рост водоросли и не оказывает влияние на фотосинтетический аппарат клеток, а при понижении солености до 16 ‰ оказывает угнетающее действие как на рост, так и на фотосинтетический аппарат клетки. При всех концентрациях кадмия и всех соленостных режимах содержание активных форм кислорода возрастало, размер клеток также увеличивался.

1. Ботаника: курс альгологии и микологии : учеб. / под ред. Т.Ю. Дьякова. — М. : МГУ, 2007. — 559 с.

2. Глущенко Г.Ю. Количественные характеристики ультрафитопланктона Азовского моря в современный период // Вестн. ЮНЦ РАН. — 2012. — Т. 8, № 1. — С. 54–59.

3. Качество морских вод по гидрохимическим показателям. Ежегодник 2016 / под ред. А.Н. Коршенко. — М. : Наука, 2017. — 190 с.

4. Орлова Т.Ю., Айздайчер Н.А., Стоник И.В. Лабораторное культивирование морских микроводорослей, включая продуцентов фитотоксинов : науч.-метод. пособие. — Владивосток : Дальнаука, 2011. — 89 с.

5. Радченко И.Г., Ильяш Л.В. Рост и фотосинтетическая активность диатомовой водоросли Thalassiosira weissflogii при снижении солености // Изв. РАН. Сер. биол. — 2006. — № 3. — С. 306–313.

6. Andosch A., Affenzeller M.J., Lütz C., Lütz-Meindl U. A freshwater green alga under cadmium stress: ameliorating calcium effects on ultrastructure and photosynthesis in the unicellular model Micrasterias // J. Plant. Physiol. — 2012. — Vol. 169, Iss. 15. — P. 1489–1500. DOI: 10.1016/j.jplph.2012.06.002.

7. Belghith T., Athmouni K., Bellassoued K. et al. Physiological and biochemical response of Dunaliella salina to cadmium pollution // J. Appl. Phycol. — 2016. — Vol. 28, Iss. 2. — P. 991–999. DOI: 10.1007/s10811-015-0630-5.

8. Birungi Z.S., Chirwa E.M.N. Bioreduction of thallium and cadmium toxicity from industrial wastewater using microalgae // Chemical Engineering Transactions. — 2017. — Vol. 57. — P. 1183–1188. DOI: 10.3303/CET1757198.

9. Butcher R.W. An introductory account of the smaller algae of British coastal waters. Part 4: Cryptophyceae : Fish. Invest. Ser. 4. — L., 1967. — 54 p.

10. Cheng J., Qiu H., Chang Z. et al. The effect of cadmium on the growth and antioxidant response for freshwater algae Chlorella vulgaris // SpringerPlus. — 2016. — Vol. 5. — P. 1290–1297. DOI: 10.1186/s40064-016-2963-1.

11. Fu F.-X., Bell P.R.F. Effect of salinity on growth, pigmentation, N2 fixation and alkaline phosphatase activity of cultured Trichodesmium sp. // Mar. Ecol. Prog. Ser. — 2003. — Vol. 257. — P. 69–76.

12. Gissi F., Adams M.S., King C.K., Jolley D.F. A robust bioassay to assess the toxicity of metals to the Antarctic marine microalga Phaeocystis antarctica // Environ. Toxicol. Chem. — 2015. — Vol. 34, Iss. 7. — P. 1578–1587. DOI: 10.1002/etc.2949.

13. Gomes A., Fernandes E., Lima J.L.F.C. Fluorescence probes used for detection of reactive oxygen species // J. Biochem. Biophys. Methods. — 2005. — Vol. 65, Iss. 2–3. — P. 45–80. DOI: 10.1016/j.jbbm.2005.10.003.

14. Hyka P., Lickova S., Přibyl P. et al. Flow cytometry for the development of biolotechnological processes with microalgae // Biotechnol. Adv. — 2013. — Vol. 31, Iss. 1. — P. 2–16. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2012.04.007.

15. Jamers A., Lenjou M., Deraedt P. et al. Flow cytometric analysis of the cadmium-exposed green alga Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyceae) // Europ. J. Phycol. — 2009. — Vol. 44, Iss. 4. — P. 541–550. DOI: 10.1080/09670260903118214.

16. La Rocca N., Andreoli C., Giacometti G.M. et al. Responses of the Antarctic microalga Koliella antarctica (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) to cadmium contamination // Photosynthetica. — 2009. — Vol. 47, Iss. 3. — P. 471–479.

17. Markina Zh.V., Aizdaicher N.A. Photosynthetic pygments content and growth of microalga Plagioselmis prolonga (Cryptophyta) under low salinity // J. Stress Physiol. & Biochem. — 2016. — Vol. 12, № 3. — P. 77–83.

18. Nagajyoti P.C., Lee K.D., Sreekanth T.V.M. Heavy metals, occurrence and toxicity for plants: a review // Environ. Chem. Lett. — 2010. — Vol. 8, Iss. 3. — P. 199–216. DOI: 10.1007/s10311-010-0297-8.

19. Obena R.P., Arco S., Azanza R.V. Pyrodinium bahamense var. compressum Böhm Survival in High and Low Cadmium Levels // Philippine J. Science. — 2017. — Vol. 146, № 3. — P. 287–292.

20. Pal D., Khozin-Goldberg I., Didi-Cohen S. et al. Growth, lipid production and metabolic adjustments in the euryhaline eustigmatophyte Nannochloropsis oceanica CCALA 804 in response to osmotic downshift // Appl. Microbiol. Biotechnol. — 2013. — Vol. 97, Iss. 18. — P. 8291–8306. DOI: 10.1007/s00253-013-5092-6.

21. Read D.S., Bowes M.J., Newbold L.K., Whiteley A.S. Weekly flow cytometric analysis of riverine phytoplankton to determine seasonal bloom dynamics // Environ. Sci.: Processes Impacts. — 2014. — Vol. 16, Iss. 3. — P. 594–603. DOI: 10.1039/c3em00657c.

22. Romano R.L., Liria C.W., Machini M.T. et al. Cadmium decreases the levels of glutathione and enhances the phytochelatin concentration in the marine dinoflagellate Lingulodinium polyedrum // J. Appl. Phycol. — 2017. — Vol. 29, Iss. 2. — P. 811–820. DOI: 10.1007/s10811-016-0927-z.

23. Suratno S., Puspitasari R., Purbonegoro T., Mansur D. Copper and cadmium toxicity to marine phytoplankton, Chaetoceros gracilis and Isochrysis sp. // Indones. J. Chem. — 2015. — Vol. 15, № 2. — P. 172–178.

24. Tammam A.A., Fakhry E.M., El-Sheekh M. Effect of salt stress on antioxidant system and the metabolism of the reactive oxygen species in Dunaliella salina and Dunaliella tertiolecta // Afr. J. Biotechnol. — 2011. — Vol. 10, № 19. — P. 3795–3808. DOI: 10.5897/AJB10.2392.

25. Tas S., Yilmaz I.N. Potentially harmful microalgae and algal blooms in a eutrophic estuary in the Sea of Marmara (Turkey) // Medit. Mar. Sci. — 2015. — Vol. 16, № 2. — P. 432–443. DOI: http://dx.doi.org/10.12681/mms.1042.

26. Xing X.-L., Lin X.-Y., Chen C.-P. et al. Observations of several cryptomonad flagellates from China Sea by scanning electron microscopy // J. Syst. Evol. — 2008. — Vol. 46, Iss. 2. — P. 205–212. DOI: 10.3724/SP.J.1002.2008.07073.

27. Zhu Q.-L., Guo S.-N., Wen F. et al. Transcriptional and physiological responses of Dunaliella salina to cadmium reveals time-dependent turnover of ribosome, photosystem, and ROS-scavenging pathways // Aquat. Toxicol. — 2019. — Vol. 207. — P. 153–162. DOI: 10.1016/j.aquatox.2018.12.007.